Activité antibiofilm des extraits d’Agrimonia eupatoria contre des pathogènes cliniquement pertinents
Référence : International Journal of Microbiology 2026. — PMC12921527 / PMID 41727527 · DOI 10.1155/ijm/5222416 Type : etude in vitro · Plante : Aigremoine eupatoire · Propriété → Antimicrobien Accès : ⭐ libre (open access) → texte intégral traduit Fidélité : traduction intégrale et fidèle du texte des auteurs. Appels [n] omis ; figures/tableaux « [ ] ».
Résumé
Les biofilms sont des communautés bactériennes attachées à une surface qui contribuent de façon importante aux infections chroniques. Leur métabolisme modifié favorise la résistance aux antibiotiques et rend le traitement plus difficile. Des stratégies alternatives, telles que l’utilisation de plantes médicinales, font l’objet d’investigations actives, et Agrimonia eupatoria L. en fait partie. Cette étude vise à évaluer l’activité antibiofilm d’extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria contre des souches de Staphylococcus aureus, Proteus spp. et Pseudomonas aeruginosa isolées de plaies humaines. En outre, les effets de ces extraits sur l’auto-agrégation bactérienne, l’hydrophobicité de surface et la motilité ont été étudiés. L’analyse phytochimique comprenait la spectroscopie FT-IR et la quantification spectrophotométrique des composés phénoliques totaux. L’analyse FT-IR a confirmé la présence de vibrations de groupes fonctionnels caractéristiques (O–H à ~3425 cm−1, C=O à ~1735–1685 cm−1, et C=C aromatique à ~1618–1515 cm−1), tandis que le profilage phytochimique a révélé que l’extrait à l’acétate d’éthyle contenait la teneur la plus élevée en acides phénoliques (149,65 ± 0,73 mg CAE/g). Tous les extraits testés ont inhibé l’adhésion cellulaire initiale et la formation de biofilm, bien qu’ils aient été moins efficaces contre les biofilms matures. Parmi eux, les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle ont présenté la plus forte activité antibiofilm. Les souches S1 et S2 de S. aureus étaient les plus sensibles, avec des taux d’inhibition d’au moins 92 % et 85 % pour l’extrait acétonique, et de 78 % et 86 % pour l’extrait à l’acétate d’éthyle, respectivement. Bien que l’auto-agrégation et l’hydrophobicité de surface cellulaire soient restées inchangées, les motilités de nage et d’essaimage ont toutes deux été réduites. Enfin, la microscopie en fluorescence a confirmé que l’effet inhibiteur était dose-dépendant. Ces résultats suggèrent que les extraits de A. eupatoria représentent des agents antibiofilm naturels prometteurs contre des pathogènes humains cliniquement pertinents.
1. Introduction
Les biofilms bactériens sont des assemblages structurés de cellules qui adhèrent à des surfaces ou/et les unes aux autres et représentent une stratégie de survie bactérienne. Dans les biofilms, les bactéries sont enchâssées dans une matrice autoproduite de substances polymériques extracellulaires (EPS) constituée principalement d’ADN extracellulaire, de protéines et de polysaccharides. Les bactéries formatrices de biofilm ont la capacité de coloniser et de croître sur des surfaces biotiques ou abiotiques telles que les tissus vivants et les dispositifs médicaux implantés. Dans les biofilms, les bactéries présentent des phénotypes différents de ceux des cellules planctoniques libres. Elles montrent une tolérance beaucoup plus élevée aux défenses immunitaires de l’hôte et aux agents antimicrobiens. Les biofilms bactériens contribuent à des infections persistantes et difficiles à traiter. On estime que les biofilms sont responsables de près de 80 % de toutes les infections bactériennes humaines, ce qui souligne leur importance comme facteur de virulence.
Ce problème, avec la résistance bactérienne aux antibiotiques, souligne la nécessité de trouver de nouveaux traitements alternatifs. L’utilisation de composés naturels issus de plantes médicinales constitue une approche potentielle. Il existe une longue histoire d’utilisation des plantes dans l’alimentation et comme médicaments pour traiter diverses maladies. Les plantes sont une grande source de métabolites secondaires tels que les composés phénoliques (p. ex., flavonoïdes et tanins), les terpènes et stéroïdes (p. ex., monoterpènes, sesquiterpènes et diterpènes), ainsi que les composés contenant de l’azote (p. ex., alcaloïdes), qui sont largement utilisés dans l’industrie pharmaceutique. Il est déjà connu que certains composés végétaux peuvent prévenir l’attachement des cellules bactériennes et la formation de biofilms.
Agrimonia eupatoria L. (également connue sous le nom d’aigremoine) est une plante herbacée vivace de la famille des Rosaceae. En raison de ses propriétés favorables, elle est souvent utilisée en médecine traditionnelle en Europe pour traiter la bronchite et les maux de gorge, les infections des voies urinaires, les maladies gastro-intestinales et les plaies chroniques. Les effets biologiques de A. eupatoria sont associés à la présence de tanins, de flavonoïdes, d’acides phénoliques et de terpénoïdes.
L’activité antimicrobienne de A. eupatoria a été documentée dans des études qui ont souligné son efficacité contre diverses espèces bactériennes. Dans l’étude de Muruzović et al., l’activité antibactérienne d’extraits aqueux, à l’éther diéthylique, acétoniques et éthanoliques de A. eupatoria a été déterminée. Les résultats obtenus dépendaient du type d’extrait (éther diéthylique < éthanol < eau < acétone) et de l’espèce bactérienne ; l’effet était plus faible sur les bactéries à Gram négatif que sur les bactéries à Gram positif. Ghaima a montré que l’extrait éthanolique de A. eupatoria était plus efficace que l’extrait aqueux avec la méthode de diffusion en gélose. L’inhibition la plus élevée a été observée avec l’extrait éthanolique contre Escherichia coli à une concentration de 10 mg/mL. D’autre part, l’extrait éthanolique a montré une activité antibactérienne modérée contre Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus à la même concentration. Outre ses propriétés antibactériennes, A. eupatoria est souvent utilisée dans la cicatrisation des plaies en raison de ses composés bioactifs, tels que les tanins et les flavonoïdes, qui possèdent des propriétés antioxydantes et immunomodulatrices. Il a été montré que l’application topique d’extraits de A. eupatoria accélère la cicatrisation des plaies en favorisant la formation de collagène et le développement du tissu de granulation tout en réduisant la colonisation bactérienne, en particulier par S. aureus, un pathogène courant des infections de plaies. En outre, l’effet antimicrobien de la plante peut aider au traitement d’affections cutanées chroniques telles que le psoriasis et l’eczéma, où la colonisation microbienne aggrave les symptômes. Ces résultats soulignent le potentiel de A. eupatoria comme remède naturel pour les soins des plaies et la prise en charge des infections.
L’activité antibiofilm de A. eupatoria n’a pas encore été étudiée en détail. Muruzović et al. ont démontré la capacité des extraits aqueux et acétoniques de A. eupatoria à prévenir la formation de biofilm de P. aeruginosa et de Proteus mirabilis. Cependant, aucune étude n’a été menée sur les différentes phases de la formation du biofilm, la motilité bactérienne, l’auto-agrégation ou l’hydrophobicité cellulaire comme facteurs associés au développement du biofilm.
Compte tenu de tout cela, cette étude vise à examiner l’activité antibiofilm d’extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria sur des souches bactériennes isolées de plaies humaines. Nous avons également étudié les effets des extraits sur la motilité bactérienne, l’auto-agrégation et l’hydrophobicité cellulaire. En outre, une analyse phytochimique des extraits végétaux a été réalisée.
2. Matériels et méthodes
2.1. Matériel végétal et extraction
Les parties aériennes séchées de A. eupatoria ont été fournies par l’Institut des plantes médicinales « Dr Josif Pančić », Belgrade, Serbie. Le matériel végétal a été extrait avec de l’éthanol, de l’acétone ou de l’acétate d’éthyle en utilisant une extraction assistée par ultrasons comme décrit précédemment. Au total, 26 g de matériel végétal par extrait ont été mis à tremper dans 800 mL de solvant. Après extraction et filtration, le solvant a été évaporé à l’aide d’un évaporateur rotatif (RV10 basic, IKA, Bensheim, Allemagne) à basse pression et basse température (40°C) afin d’obtenir des extraits secs. Les extraits secs ont été conservés à −20°C jusqu’à leur utilisation.
2.2. Analyse phytochimique
2.2.1. Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR)
La spectroscopie FT-IR a été utilisée pour identifier les types de liaisons chimiques (groupes fonctionnels) des composés extraits à partir des valeurs des pics dans la région du rayonnement infrarouge. De petites quantités de poudre sèche des extraits ont été encapsulées séparément dans une pastille de KBr afin de préparer des disques d’échantillons translucides. Les échantillons ont été analysés à l’aide d’un spectromètre FT-IR (PerkinElmer, IR, Waltham, États-Unis) avec une plage de balayage de 450 à 4000 cm−1 et une résolution de 4 cm−1. Les spectres FT-IR de référence de standards phénoliques représentatifs (hespéridine, rutine, quercétine·H₂O, acide gallique, acide syringique, acide caféique, acide trans-férulique et acide protocatéchuique) ont été enregistrés dans des conditions instrumentales identiques afin d’appuyer l’attribution des régions vibrationnelles.
2.2.2. Détermination de la teneur en composés phénoliques
Pour déterminer la teneur en composés phénoliques, les extraits ont été dissous dans du méthanol (> 99,8 %, Sigma-Aldrich Co., St. Louis, États-Unis) afin d’atteindre une concentration de 1 mg/mL.
Ainsi, la solution d’extrait obtenue a été analysée afin de déterminer la teneur totale en phénols (TPC) par la méthode de Folin-Ciocalteu décrite par Wootton-Beard et al. Les résultats ont été exprimés en équivalents d’acide gallique (mg GAE/g d’extrait). La teneur totale en acides phénoliques (TPA) a été déterminée selon la méthode décrite par Gawlik-Dziki, et les résultats ont été exprimés en équivalents d’acide caféique (mg CAE/g d’extrait). La méthode au chlorure d’aluminium décrite par Quettier-Deleu et al. a été utilisée pour quantifier la teneur totale en flavonoïdes (TFC), et les résultats ont été exprimés en équivalents de rutine (mg RUE/g d’extrait). La teneur totale en proanthocyanidines (TPAC) a été déterminée comme décrit par Hagerman et al., et les résultats ont été exprimés en équivalents de chlorure de cyanidine (mg CChE/g d’extrait). Toutes les déterminations ont été réalisées en triplicat.
2.2.3. Analyse chimiométrique
L’analyse chimiométrique des spectres FT-IR a été réalisée par analyse en composantes principales (PCA) et analyse de classification hiérarchique (HCA) dans IBM SPSS Statistics (version 21.0, IBM Corp., Armonk, New York, États-Unis). Les spectres FT-IR des extraits de A. eupatoria et des standards phénoliques ont d’abord été convertis de la transmittance (% T) en absorbance selon l’équation : (1) A=log10100%T.
Tous les spectres ont été interpolés sur une grille de nombres d’onde commune définie par l’intersection de tous les jeux de données afin d’assurer une comparabilité directe. Deux matrices de données ont été construites : extraits seuls et extraits combinés avec des standards phénoliques authentiques (acides gallique, protocatéchuique, caféique, syringique et trans-férulique, ainsi qu’hespéridine, rutine et hydrate de quercétine). Les analyses chimiométriques ont été réalisées à la fois sur l’ensemble de la gamme spectrale FT-IR (4000–450 cm−1) et sur la région d’empreinte digitale (1800–650 cm−1), qui est particulièrement informative pour la discrimination des composés phénoliques. Avant l’analyse multivariée, toutes les variables ont été centrées sur la moyenne et autoscalées (mise à l’échelle à variance unitaire) afin de supprimer le biais lié à l’intensité et d’égaliser la contribution de toutes les régions spectrales. La PCA a été conduite en utilisant la matrice de covariance avec extraction des valeurs propres et rotation varimax, et les scores factoriels ont été sauvegardés pour une visualisation ultérieure. Les premières composantes principales ont été extraites sur la base de valeurs propres supérieures à l’unité, et les scores factoriels ont été sauvegardés pour une visualisation ultérieure. La HCA a été réalisée sur la matrice d’absorbance standardisée en utilisant la méthode de liaison de Ward et la distance euclidienne. Des dendrogrammes ont été générés afin de visualiser les schémas de regroupement et d’évaluer les similarités entre les échantillons sur la base de leurs profils spectraux. Les déplacements observés des positions des échantillons entre les modèles PCA avec et sans standards reflètent la réorientation intrinsèque des axes orthogonaux déterminée uniquement par la structure de variance du jeu de données.
2.2.4. Souches bactériennes
Dans cette étude, neuf souches bactériennes isolées de plaies humaines et deux souches de référence de l’American Type Culture Collection (ATCC) ont été sélectionnées. Quatre souches de la bactérie à Gram positif S. aureus (S1, S2, S3 et S4) et cinq souches de bactéries à Gram négatif Proteus spp. (Pr1) et P. aeruginosa (PA1, PA2, PA3 et PA4) ont été généreusement fournies par le laboratoire de microbiologie de l’hôpital de Paraćin, Serbie. L’identification a été réalisée au moyen de gélose au sang (Torlak, Belgrade, Serbie), de gélose HiChrome UTI (HiMedia Laboratories, Mumbai, Inde), de tests biochimiques et d’une coloration de Gram. Les souches de référence S. aureus ATCC 25923 et P. aeruginosa ATCC 10145 ont été achetées auprès de Sigma-Aldrich, St. Louis, États-Unis. Les souches bactériennes ont été conservées dans un stock glycérol/milieu à 20 % à −80°C. Avant les essais, les souches bactériennes ont été repiquées deux fois sur gélose nutritive (Torlak, Belgrade, Serbie) à 37°C pendant 18 h. Toutes les souches testées étaient de fortes productrices de biofilm, ce qui a été confirmé dans notre étude précédente.
2.3. Détermination des concentrations minimales inhibitrices (CMI)
La CMI des extraits de A. eupatoria a été déterminée par la méthode de microdilution en bouillon dans du bouillon Mueller-Hinton (HiMedia Laboratories, Mumbai, Inde). Les extraits ont été dilués en série afin d’obtenir une plage de concentrations de 0,156–10 mg/mL. L’inoculum bactérien final utilisé dans chaque puits était d’environ 5 × 105 unités formant colonies (UFC)/mL. La croissance bactérienne a été observée par ajout de résazurine (Alfa Aesar GmbH & Co., Karlsruhe, Allemagne), un indicateur de croissance microbienne. Lorsque des cellules viables réduisent la résazurine en résorufine, le colorant bleu non fluorescent devient un colorant rose fluorescent. La plus faible concentration de l’extrait végétal testé empêchant le changement de couleur de la résazurine du bleu au rose a été déterminée comme la CMI. Les solutions mères d’extraits végétaux ont été préparées dans 10 % de DMSO (Sigma-Aldrich Co., St. Louis, États-Unis). Chaque expérience comprenait un témoin de croissance (bouillon + bactérie), un témoin de stérilité (bouillon + extrait) et un témoin de solvant (10 % DMSO). La tétracycline (Sigma-Aldrich Co., St. Louis, États-Unis) dissoute dans du bouillon nutritif a été utilisée comme témoin positif. La plage de concentrations examinée allait de 0,0005 à 0,128 mg/mL.
2.4. Détermination de l’activité antibiofilm
2.4.1. Inhibition de la formation de biofilm : attachement cellulaire et développement du biofilm
Les effets des extraits de A. eupatoria sur la formation de biofilm et l’attachement cellulaire initial ont été testés dans des microplaques de polystyrène à fond plat de 96 puits traitées TC, selon un test de coloration au cristal violet tel que décrit précédemment par Stepanović et al. Des dilutions sérielles au facteur deux d’extraits végétaux dans une plage de concentrations décroissante (10 mg/mL) ont été préparées dans du bouillon tryptic soy (TSB) (Torlak, Belgrade, Serbie) supplémenté jusqu’à une concentration finale de glucose de 1 %. Ensuite, 10 μL de suspension bactérienne fraîche (standard de turbidité 0,5 McFarland) ont été ajoutés dans les puits correspondants contenant 100 μL d’échantillon par puits. Après inoculation, les microplaques ont été incubées à 37°C pendant 4 h pour le test d’inhibition de l’attachement cellulaire, tandis que l’incubation pour le test d’inhibition de la formation de biofilm a duré 20 h. Après la période d’incubation, le contenu de chaque puits a été doucement retiré par pipetage, et les puits ont été lavés deux fois avec de l’eau distillée stérile afin d’éliminer les bactéries non adhérentes. Afin de fixer les biofilms formés, les microplaques ont été exposées à de l’air chaud à 55°C pendant 15 min. Puis les biofilms ont été colorés avec 100 μL d’une solution aqueuse de cristal violet (0,1 % p/v) (Fisher Scientific, Geel, Belgique). Après une période d’incubation de 15 min à température ambiante, l’excès de colorant a été rincé par pipetage avec de l’eau distillée trois fois. Ensuite, les microplaques ont été séchées en position inversée, et 100 μL d’acide acétique à 10 % ont été ajoutés pour libérer le colorant lié aux cellules. Un pipetage doux a été effectué pour mélanger correctement le contenu. Les densités optiques (DO) des échantillons ont été mesurées à 550 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (RT-2100C, Rayto, Shenzhen, Chine). Les extraits végétaux ont été dissous dans 10 % de DMSO. Chaque expérience comprenait un témoin de croissance (bouillon + bactérie), un témoin d’extrait (bouillon + extrait), un témoin de bouillon (bouillon seul) et un témoin de solvant. Le pourcentage d’inhibition a été calculé à l’aide de l’équation suivante présentée par Ali et al. : (2) % d’inhibition=DOCT−DOB−DOE−DOCE/DOCT−DOB×100. où DOCT est la valeur de DO du témoin de croissance, DOB est la valeur de DO du témoin de bouillon, DOE est la valeur de DO de l’échantillon, et DOCE est la valeur de DO du témoin d’extrait.
2.4.2. Réduction du biofilm préformé
Pour étudier les effets potentiels des extraits de A. eupatoria sur les biofilms préformés, 180 μL de bouillon nutritif (TSB supplémenté jusqu’à une concentration finale de glucose de 1 %) ont d’abord été inoculés avec 20 μL d’une suspension bactérienne (standard de turbidité 0,5 McFarland) pour chaque souche. Les microplaques de polystyrène à fond plat de 96 puits traitées TC inoculées ont ensuite été incubées à 37°C pendant 20 h sans les extraits. Après la période d’incubation, les bactéries non adhérentes ont été éliminées, et les puits ont été rincés. Par la suite, 100 μL d’extraits végétaux à différentes doses (20, 10, 5 et 2,5 mg/mL) ont été ajoutés aux biofilms préformés, suivis d’une incubation supplémentaire de 20 h. Les témoins ont été préparés comme décrit ci-dessus. La biomasse du biofilm a été quantifiée à l’aide du test de coloration au cristal violet, comme décrit précédemment. Les résultats ont été présentés comme un pourcentage de réduction de la biomasse du biofilm à l’aide de l’équation.
2.4.3. Effet sur l’activité métabolique du biofilm
Le colorant résazurine a été utilisé pour évaluer l’impact des extraits de A. eupatoria sur l’activité métabolique du biofilm. Le bouillon nutritif (TSB supplémenté jusqu’à une concentration finale de glucose de 1 %), les suspensions bactériennes et les dilutions au facteur deux d’extraits végétaux (10 mg/mL) ont été préparés dans des microplaques de 96 puits à fond plat traitées TC de la même manière que décrit précédemment. De même, un témoin de croissance (bouillon + bactérie), un témoin d’extrait (bouillon + extrait) et un témoin de solvant ont été inclus. Après une période d’incubation de 20 h à 37°C, le contenu de chaque puits a été soigneusement retiré, et les puits ont été lavés avec de l’eau distillée stérile deux ou trois fois. Ensuite, 100 μL de bouillon nutritif stérile et 10 μL d’une solution aqueuse de résazurine (0,05 % p/v) ont été ajoutés aux puits, et les plaques ont été incubées pendant 2 h supplémentaires à 37°C. Après incubation, les plus faibles concentrations des extraits végétaux testés qui empêchaient un changement de couleur de la résazurine du bleu au rose ont été déterminées visuellement et définies comme concentrations inhibitrices métaboliques du biofilm (BMIC).
2.4.4. Effet sur l’auto-agrégation et l’hydrophobicité de surface cellulaire des bactéries
En l’absence comme en présence d’extraits de A. eupatoria, le comportement d’auto-agrégation et l’hydrophobicité de surface cellulaire de S. aureus (S1 et S2), Proteus spp. (Pr1) et P. aeruginosa (PA2 et PA3) ont été étudiés. Brièvement, 1 mL de suspension bactérienne (standard de turbidité 2,0 McFarland) dans du tampon phosphate salin (PBS) (Fisher Scientific, Geel, Belgique) avec 1 mL de l’extrait végétal testé (concentration finale : 1 mg/mL, dans 1 % de DMSO dans le PBS) a été incubé à 37°C pendant 1 h. Après 10 min de centrifugation à 5000 rpm, le surnageant a été éliminé, et le culot a été lavé puis remis en suspension dans 5 mL de PBS. Dans le test d’auto-agrégation, la DO de chaque échantillon a été mesurée à 600 nm immédiatement (0 h d’incubation) après 30 s de vortexage (DO0) et après 4 h d’incubation à 37°C (DO1). Pour déterminer l’effet sur l’hydrophobicité de surface cellulaire, la suspension obtenue a été mélangée avec 1 mL de p-xylène (Sigma-Aldrich, St. Louis, États-Unis), puis vigoureusement vortexée pendant 30 s et incubée pendant 30 min. La DO de la phase aqueuse de chaque échantillon a été mesurée avant et après ajout de p-xylène (DO0 et DO1, respectivement). Le pourcentage d’auto-agrégation et d’hydrophobicité a été calculé selon l’équation : (3) %=DO0−DO1/DO0×100
2.4.5. Effet sur la motilité bactérienne
À l’aide de gélose semi-solide supplémentée ou non avec des extraits de A. eupatoria dans des microplaques de 6 puits, les motilités de nage et d’essaimage de Proteus spp. (Pr1) et P. aeruginosa (PA1, PA2, PA3 et PA4) ont été évaluées. La concentration finale d’extrait était de 1 mg/mL (1 % de DMSO final dans le PBS). Pour la motilité de nage, une gélose à 0,3 % contenant 10 g/L de tryptone et 5 g/L de NaCl a été utilisée. Le milieu LB supplémenté avec 5 g/L de glucose et 7 g/L de gélose a été utilisé pour la motilité d’essaimage.
Pour inoculer les plaques de milieu, 1 μL de suspension bactérienne (standard de turbidité 0,5 McFarland) a été piqué au centre de la gélose pour la motilité de nage, et 1 μL de suspension a été ajouté à la surface de la gélose pour la motilité d’essaimage. Après incubation à 37°C pendant 20 h, les diamètres de zone (mm) de migration bactérienne à partir du point d’inoculation ont été mesurés et comparés au témoin.
2.4.6. Microscopie en fluorescence
L’impact des extraits végétaux sur la formation de biofilm a été observé par microscopie en fluorescence (microscope à fluorescence inversé NIKON, Ti-Eclipse). La souche S. aureus S2 a été utilisée comme souche modèle. Une suspension bactérienne ajustée au standard de turbidité 0,5 McFarland a été traitée avec diverses concentrations des extraits (allant de 0,312 mg/mL à 10 mg/mL). Après 20 heures d’incubation à 37°C, les biofilms ont été fixés et colorés avec 10 μL d’une solution aqueuse d’orange d’acridine (0,05 % p/v) (Fisher Scientific, Geel, Belgique) pendant 1 min dans l’obscurité, puis visualisés à un grossissement de 400 ×. L’orange d’acridine colore à la fois les cellules vivantes et mortes dans le biofilm et se lie également aux acides nucléiques présents dans la matrice extracellulaire.
2.5. Analyse statistique
Pour l’analyse statistique, IBM SPSS Statistics pour Windows, version 21.0 (IBM Corp., Armonk, New York, États-Unis), a été utilisé. Les comparaisons par paires ont été évaluées à l’aide du test t de Student, tandis que les différences entre plusieurs groupes ont été analysées par analyse de variance à un facteur (ANOVA), suivie du test post hoc de Tukey. Les résultats sont exprimés en moyenne ± écart-type (SD), et les différences ont été considérées comme statistiquement significatives à p < 0,05.
3. Résultats
3.1. Spectroscopie FT-IR
La spectroscopie FT-IR a été utilisée pour caractériser les caractéristiques structurales des constituants présents dans les extraits de A. eupatoria. Les spectres ont été interprétés sur la base des régions vibrationnelles caractéristiques des composés phénoliques (figures S1, S2 et S3) et par comparaison avec les spectres FT-IR de référence de standards phénoliques représentatifs (figures S4, S5 et S6) enregistrés dans des conditions identiques. Les résultats sont résumés dans le tableau.
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Les trois extraits présentaient une large bande d’absorption à ~3425 cm−1, attribuée aux vibrations d’étirement O–H liées par liaison hydrogène, ce qui est caractéristique des polyphénols, des flavonoïdes et des tanins hydrolysables. Les signaux observés dans la région 2925–2850 cm−1 correspondent à l’étirement aliphatique ν(C–H), indiquant la présence de résidus glycosidiques et polysaccharidiques. Les bandes à ~1735–1685 cm−1 sont attribuées aux modes d’étirement ν(C=O) associés aux acides phénoliques et aux flavonoïdes estérifiés, tandis que les vibrations squelettiques aromatiques ν(C=C) à ~1618–1515 cm−1 appuient la présence d’aglycones flavonoïdiques et de systèmes cycliques phénylpropanoïdes.
La région entre 1290 et 1000 cm−1 montrait des bandes d’étirement ν(C–O) et ν(C–O–C) proéminentes, particulièrement dans les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle, indiquant des contributions de flavonoïdes liés glycosidiquement et de tanins hydrolysables. Les bandes sous 1000 cm−1 correspondent aux déformations hors du plan δ(C–H) typiques des cycles aromatiques substitués et représentent la région d’empreinte digitale des structures phénoliques. Il est notable que la bande ν(C=O) était légèrement plus prononcée dans l’extrait à l’acétate d’éthyle, ce qui est cohérent avec une contribution relative plus élevée des acides phénoliques et des flavonoïdes estérifiés, tandis que le signal plus large dans l’extrait éthanolique reflète une proportion plus importante de flavonoïdes glycosylés et de tanins hydrolysables.
3.2. Analyse phytochimique
Parmi les groupes de composés phénoliques analysés dans les extraits de A. eupatoria, la concentration de TPA était la plus élevée, suivie par les concentrations de flavonoïdes totaux et de proanthocyanidines totales (tableau). L’extrait à l’acétate d’éthyle a montré la concentration mesurée la plus élevée de TPA (149,65 ± 0,73 mg CAE/g), suivi par les extraits éthanolique et acétonique. En outre, l’extrait éthanolique présentait la concentration la plus élevée de flavonoïdes totaux (89,87 ± 0,42 mg RUE/g) et de proanthocyanidines totales (58,97 ± 0,22 mg CChE/g), suivi par les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle, dans les deux cas. Des différences statistiquement significatives ont été trouvées dans les teneurs entre les groupes de composés phénoliques (tableau).
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3.3. Analyse chimiométrique
La PCA a discriminé avec succès les trois extraits sur la base de leurs profils spectraux FT-IR. Dans l’analyse du spectre complet (4000–450 cm−1) des extraits seuls (figure S7), les deux premières composantes principales expliquaient environ 99 % de la variance totale (PC1 : 77 %, PC2 : 22 %). Les scores de PC1 ont démontré un gradient clair : l’extrait éthanolique présentait le score le plus négatif, l’extrait acétonique une position intermédiaire, et l’extrait à l’acétate d’éthyle le score le plus positif. L’analyse de la région d’empreinte digitale (1800–650 cm−1) a produit une discrimination comparable (PC1 : 86 %, PC2 : 13 %).
Lorsque des standards phénoliques authentiques ont été inclus (figure S8), le graphique des scores PCA a révélé des schémas de regroupement distincts : les trois extraits étaient positionnés dans la région négative de PC1. Les extraits éthanolique et acétonique se regroupaient à proximité étroite des glycosides flavonoïdiques (rutine et hespéridine), tandis que l’extrait à l’acétate d’éthyle tendait vers les standards d’acides phénoliques. Les acides hydroxycinnamiques (acides caféique et trans-férulique) occupaient des positions nettement séparées avec des scores PC1 très positifs, formant un groupe isolé distant de tous les extraits.
La HCA utilisant la méthode de Ward a corroboré les résultats de la PCA. Dans l’analyse des extraits seuls (figure S9), l’extrait à l’acétate d’éthyle formait une branche séparée, tandis que les extraits éthanolique et acétonique se regroupaient ensemble. Lorsque les standards étaient inclus (figure S10), le dendrogramme révélait trois grands groupes : un groupe polaire contenant l’extrait éthanolique, l’extrait acétonique, la rutine et l’hespéridine ; un groupe d’acides phénoliques avec l’extrait à l’acétate d’éthyle montrant une association intermédiaire ; et un groupe d’acides hydroxycinnamiques nettement séparé.
3.4. Concentration minimale inhibitrice des extraits de A. eupatoria
Pour obtenir les concentrations initiales de traitement du biofilm par les extraits de A. eupatoria, les CMI des extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle ont été déterminées et sont présentées dans le tableau. Les extraits les plus efficaces étaient les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle contre la bactérie à Gram positif S. aureus à la dose testée la plus élevée de 10 mg/mL. Concernant les bactéries à Gram négatif, les extraits éthanolique et à l’acétate d’éthyle étaient inactifs. Seul l’extrait acétonique a réussi à 10 mg/mL contre trois souches de P. aeruginosa. L’antibiotique tétracycline était actif à des concentrations allant de 0,0005 mg/mL à 0,128 mg/mL. Le témoin de solvant n’a pas inhibé la croissance bactérienne.
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3.5. Activité antibiofilm des extraits de A. eupatoria
3.5.1. Inhibition de la formation de biofilm
Comme montré dans la figure, l’effet des extraits de A. eupatoria était à la fois dépendant de la souche et dépendant de la dose. Tous les extraits ont démontré une suppression statistiquement significative de la formation de biofilm chez les bactéries à Gram positif par rapport aux bactéries à Gram négatif (p < 0,05).
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Les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle ont inhibé la formation de biofilm des souches à Gram positif testées de ≥ 75 % à toutes les concentrations testées, sauf pour S. aureus ATCC 25923 en présence de l’extrait acétonique (33 %). L’extrait éthanolique a inhibé la formation de biofilm de ≥ 45 % dans toutes les souches à Gram positif testées à toutes les concentrations testées. Concernant les souches à Gram négatif testées, les extraits ont révélé une meilleure activité contre les souches de P. aeruginosa que contre Proteus spp. L’extrait éthanolique a inhibé la formation de biofilm des souches à Gram négatif testées de ≥ 22 % à toutes les concentrations testées. En outre, l’extrait acétonique a inhibé la formation de biofilm de ≥ 19 % dans toutes les souches à Gram négatif testées, sauf pour P. aeruginosa (PA3 et PAS). L’extrait à l’acétate d’éthyle était le plus actif contre P. aeruginosa (PA2 et PAS). Le témoin de solvant n’a pas inhibé la formation de biofilm.
3.5.2. Inhibition de l’attachement cellulaire
Les extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria ont eu un impact significatif sur la phase initiale de formation du biofilm. Comparativement aux bactéries à Gram négatif, les bactéries à Gram positif ont présenté une plus grande sensibilité aux extraits examinés (p < 0,05). Bien que les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle aient empêché l’attachement cellulaire de S. aureus de ≥ 70 % à toutes les concentrations testées, l’extrait éthanolique a empêché l’attachement cellulaire de S. aureus de ≥ 40 % à toutes les concentrations testées (figure). Les extraits testés ont également empêché le développement de biofilms de bactéries à Gram négatif dans un pourcentage élevé. Les extraits acétonique, éthanolique et à l’acétate d’éthyle ont empêché l’attachement cellulaire des souches à Gram négatif à toutes les concentrations testées de ≥ 37 %, 35 % et 33 %, respectivement, sauf pour deux souches de P. aeruginosa (PA3 et PA4). Le témoin de solvant n’a eu aucun impact négatif sur les bactéries.
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3.5.3. Inhibition du biofilm préformé
Parmi les extraits testés, l’extrait acétonique a montré la capacité la plus remarquable à réduire le biofilm préformé des souches testées (figure). Les effets des extraits à l’acétate d’éthyle et éthanolique sur la réduction des biofilms établis étaient plus faibles ou absents (figure). Les biofilms préformés des souches de S. aureus étaient les plus sensibles (inhibition jusqu’à 88 %), suivis par les souches de P. aeruginosa (inhibition jusqu’à 76 %). Les extraits étaient inactifs contre le biofilm préformé de Proteus spp. Le témoin de solvant n’a eu aucun impact négatif sur les bactéries.
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3.5.4. Effet sur l’activité métabolique du biofilm
Les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle ont inhibé la viabilité des souches à Gram positif à des concentrations allant de 1,25 mg/mL à 10 mg/mL (tableau). L’extrait acétonique a montré un meilleur effet inhibiteur sur la viabilité du biofilm de S. aureus S1 que l’extrait à l’acétate d’éthyle, tandis que pour S. aureus S2, l’effet inhibiteur de l’extrait à l’acétate d’éthyle sur la viabilité du biofilm était plus important. En outre, l’effet inhibiteur métabolique de l’extrait à l’acétate d’éthyle sur le biofilm de P. aeruginosa PA2 a été observé à une concentration de 10 mg/mL (tableau). L’extrait éthanolique n’a pas inhibé la viabilité du biofilm des souches testées, même à une concentration de 10 mg/mL. Le témoin de solvant n’était pas toxique pour les bactéries.
3.5.5. Effet sur l’auto-agrégation et l’hydrophobicité de surface cellulaire
Le tableau affiche la plage d’auto-agrégation pour les souches bactériennes étudiées, de 8,20*%* ± 2,99*%* à 36,48*%* ± 1,61*%*. En présence d’extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria, la capacité d’auto-agrégation de toutes les souches testées a augmenté.
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L’hydrophobicité de la surface cellulaire envers le p-xylène variait entre 11,95*%* ± 8,80*%* et 59,52*%* ± 14,81*%*. Néanmoins, les extraits de A. eupatoria examinés n’ont pas diminué l’hydrophobicité de surface cellulaire (données non montrées).
3.5.6. Effet sur la motilité bactérienne
Les zones de motilité de toutes les souches étudiées allaient de 21 mm à 37 mm, indiquant un mouvement de nage. Cependant, seules deux souches, Proteus spp. (Pr1) et P. aeruginosa (PA1), présentaient une motilité d’essaimage (avec des zones de motilité mesurant respectivement 30 et 35 mm).
La zone de motilité de nage de P. aeruginosa PA4 a été réduite par les extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria (tableau, figure S11). En outre, seul l’extrait acétonique a diminué les zones de motilité de nage de P. aeruginosa ATCC 10145. Les résultats ont montré que les extraits testés n’affectaient pas la motilité de nage de Proteus spp. (Pr1) ni de P. aeruginosa (PA1, PA2 et PA3).
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Concernant la motilité d’essaimage, l’extrait éthanolique a réduit la motilité d’essaimage de Proteus spp. (Pr1), tandis que l’extrait à l’acétate d’éthyle a diminué la motilité d’essaimage de P. aeruginosa (PA1) (tableau, figure S12).
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3.5.7. Microscopie en fluorescence
L’effet des extraits de A. eupatoria sur la formation de biofilm a été confirmé par visualisation microscopique à l’aide d’un microscope à fluorescence. Comme observé dans les échantillons témoins, S. aureus (S2) formait un biofilm dense et robuste. Comme attendu, la capacité de formation de biofilm diminuait progressivement avec l’augmentation de la concentration d’extrait (figure). Les valeurs de DO étaient cohérentes avec une diminution de la densité des cellules bactériennes adhérentes. Comme confirmé par le test d’inhibition du biofilm, les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle étaient plus actifs que l’extrait éthanolique, ce qui a été visualisé par la réduction de la biomasse du biofilm.
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4. Discussion
Les infections de la peau et des plaies comptent parmi les problèmes de santé les plus courants touchant les personnes de tous âges. En plus de la pharmacothérapie standard, les plantes médicinales et leurs constituants sont souvent employés comme options thérapeutiques complémentaires. Les études expérimentales ont de plus en plus examiné les effets et les mécanismes des produits végétaux naturels, révélant des actions complexes susceptibles de soutenir la prise en charge des infections de la peau et des plaies. Ces infections sont souvent associées à des biofilms, qui contribuent au retard de cicatrisation des plaies et compliquent les résultats du traitement. La forte prévalence et la résilience des infections liées aux biofilms ont motivé la recherche de nouvelles stratégies, notamment des agents dérivés de plantes, dont les composés bioactifs peuvent perturber la colonisation et la persistance bactériennes. Dans cette étude, divers extraits de la plante A. eupatoria ont donc été étudiés comme agent potentiel de contrôle du biofilm. A. eupatoria a suscité un intérêt scientifique en raison de son utilisation étendue en médecine traditionnelle, en particulier dans l’ethnomédecine européenne et asiatique, où les parties aériennes au stade de floraison sont utilisées. Malgré cela, les preuves scientifiques concernant ses propriétés antibiofilm et les mécanismes sous-jacents restent limitées, ce qui souligne la nécessité d’une investigation systématique supplémentaire.
Les études antérieures examinant la composition phytochimique de différents extraits de A. eupatoria s’accordent sur les principaux groupes de métabolites secondaires, à savoir les tanins, les acides phénoliques et les flavonoïdes ; ainsi que sur les métabolites primaires ; les monosaccharides ; et les acides aminés. Huzio et al. ont étudié les aspects phytochimiques et pharmacologiques de l’extrait éthanolique de A. eupatoria, identifiant au total 11 monosaccharides libres et 17 liés, ainsi que 17 acides aminés, dont neuf essentiels. À l’aide de l’analyse HPLC, ils ont détecté les acides gallique et ellagique, la gallocatéchine, l’épigallocatéchine, la catéchine, l’épicatéchine et le gallate d’épicatéchine, ainsi que des acides hydroxycinnamiques, tels que l’hydroxyphénylacétate, l’acide caféique, l’acide syringique, l’acide p-coumarique, l’acide férulique, l’acide sinapique, l’acide cinnamique et l’acide quinique ; les flavonoïdes quercétine-3-D-glucoside (isoquercitrine), néohespéridine, naringénine et lutéoline ont été trouvés. Des groupes de composés similaires ont été identifiés dans les extraits utilisés dans notre recherche. Sur la base des bandes observées dans les spectres FT-IR, on peut conclure que les extraits examinés contiennent des composés du groupe des phénols, des acides phénoliques et des flavonoïdes. L’extrait éthanolique était celui qui présentait la teneur la plus élevée pour la plupart des groupes de composés testés (phénols, flavonoïdes et proanthocyanidines), à l’exception des acides phénoliques, qui sont les plus abondants dans l’extrait à l’acétate d’éthyle. Selon Balážová et al., la TFC dans les extraits de A. eupatoria diminuait dans l’ordre suivant : méthanolique (2,58 ± 0,7 mg QE/100 g DW), éthanolique (1,96 ± 0,3 mg QE/100 g DW), aqueux (1,51 ± 0,1 mg QE/100 g DW) et extrait acétonique (1,13 ± 0,5 mg QE/100 g DW). L’extrait méthanolique montrait la teneur la plus élevée en TPA (9,71 ± 0,3 mg CGAE/100 g DW), l’extrait aqueux légèrement moins (9,15 ± 1,3 mg CGAE/100 g DW), et l’extrait acétonique la teneur la plus faible en TPA (4,18 ± 1,0 mg CGAE/100 g DW). En outre, l’analyse HPLC-DAD de l’extrait aqueux a révélé la présence de sept composés phénoliques, la rutine étant le plus abondant (6,56 mg/L), suivie par l’acide p-coumarique, l’acide o-coumarique, l’acide caféique et l’acide chlorogénique. Dans l’étude de Muruzović et al., la concentration la plus élevée de flavonoïdes totaux (97,06 gRU/g), de phénols totaux (220,31 mgGA/g), de tanins totaux (207,27 mgGA/g) et de proanthocyanidines totales (103,72 CChE/g) a été trouvée dans l’extrait acétonique de A. eupatoria. Pris ensemble, ces résultats indiquent que les extraits de A. eupatoria sont particulièrement riches en composés phénoliques et en classes de flavonoïdes. L’abondance relative de ces composés dans les extraits testés contribue probablement aux effets antibiofilm marqués observés dans notre étude. Cependant, comme les extraits bruts représentent des mélanges complexes de nombreux composants bioactifs et inactifs, la contribution précise des métabolites individuels reste incertaine.
L’analyse multivariée des spectres FT-IR a différencié avec succès les trois extraits sur la base de leurs profils phytochimiques, confirmant que la polarité du solvant joue un rôle crucial dans l’extraction sélective de composés bioactifs. La séparation PCA le long de PC1 reflète des différences de composition : l’extrait éthanolique présentait un profil phénolique polaire cohérent avec l’extraction préférentielle des acides phénoliques et des flavonoïdes ; l’extrait acétonique montrait une composition intermédiaire reflétant son efficacité pour les phénoliques polaires et les terpénoïdes semi-polaires ; et l’extrait à l’acétate d’éthyle tendait vers les standards d’acides phénoliques, indiquant un enrichissement en composés phénoliques moins polaires. Les schémas de regroupement HCA ont corroboré ces résultats, positionnant la spectroscopie FT-IR couplée à la PCA et à la HCA comme un outil précieux pour le contrôle qualité et la standardisation des extraits végétaux.
Une observation particulièrement significative est la séparation distincte des acides hydroxycinnamiques (acides caféique et trans-férulique) de tous les extraits dans la PCA comme dans la HCA. Les grandes distances euclidiennes indiquent que ces composés sont absents ou présents seulement à l’état de traces dans les parties aériennes de A. eupatoria, distinguant Agrimonia de nombreuses plantes de la famille des Rosaceae où les acides hydroxycinnamiques constituent des composants phénoliques majeurs. À la place, l’association étroite avec les glycosides flavonoïdiques (rutine et hespéridine) et les dérivés de l’acide benzoïque (acides gallique, protocatéchuique et syringique) suggère que les propriétés bioactives de A. eupatoria sont principalement médiées par ces classes de composés. Ce résultat est cohérent avec des études phytochimiques antérieures identifiant les ellagitanins et les glycosides flavonoïdiques comme constituants phénoliques prédominants des espèces d’Agrimonia.
L’analyse de la région d’empreinte digitale (1800–650 cm−1) s’est révélée particulièrement informative pour discriminer les classes de composés phénoliques, englobant les vibrations caractéristiques des modes d’étirement C=C aromatique, d’étirement C–O et de flexion C–H aromatique. La discrimination comparable obtenue avec cette seule région suggère des avantages pour les applications de criblage rapide en minimisant l’interférence des bandes d’étirement O–H et C–H moins spécifiques, avec des implications pratiques pour le développement de modèles chimiométriques robustes pour l’authentification et la standardisation des extraits de A. eupatoria.
L’effet antibactérien et antibiofilm des extraits végétaux est lié à leur composition chimique. Des composés tels que les polyphénols (p. ex., flavonoïdes, tanins, anthocyanes, acides phénoliques et coumarines) peuvent interférer avec les processus cellulaires bactériens, notamment le quorum sensing, l’activité enzymatique et la synthèse de la paroi cellulaire, influencer les mécanismes de régulation bactérienne et supprimer des facteurs de virulence bactériens tels que la formation de biofilm. Par conséquent, l’influence des extraits de A. eupatoria sur la formation de biofilm, la phase initiale de formation de biofilm et le biofilm préformé a été déterminée. Tous les extraits ont réduit significativement la formation de biofilm chez les souches à Gram positif, l’extrait acétonique montrant l’activité la plus forte, suivi par les extraits à l’acétate d’éthyle et éthanolique, ce qui met en évidence la manière dont les différences de composition chimique se traduisent par une puissance antibiofilm distincte. Ces différences reflètent probablement des variations dans les profils phytochimiques obtenus avec différents solvants, puisque la polarité du solvant détermine le type et la concentration des métabolites secondaires extraits, ce qui peut influencer leur interaction avec les surfaces bactériennes et la perturbation de l’architecture du biofilm. De plus, les acides phénoliques et les flavonoïdes, qui ont été précédemment identifiés comme constituants dominants des extraits testés, sont connus pour interférer avec la signalisation liée au biofilm et la production de matrice, ce qui peut expliquer l’effet plus fort des extraits plus riches en phénoliques. En revanche, les bactéries à Gram négatif sont moins sensibles aux effets des extraits, probablement en raison de la membrane externe riche en lipopolysaccharides qui limite la pénétration des composés hydrophobes et de l’activité des pompes d’efflux qui expulsent les constituants phénoliques hors de la cellule. Cette barrière structurale a été largement reconnue comme un facteur majeur conférant une résistance intrinsèque des bactéries à Gram négatif aux antimicrobiens dérivés de plantes, contextualisant les différences observées entre bactéries à Gram positif et à Gram négatif. En cohérence avec ces observations, notre étude précédente a également démontré une activité sur le biofilm plus forte de l’extrait acétonique de A. eupatoria que de l’extrait éthanolique.
Nous avons également examiné l’impact sur la viabilité du biofilm. Les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle ont exercé les effets les plus forts sur l’activité métabolique, tandis que l’extrait éthanolique n’a montré aucune inhibition de la viabilité du biofilm chez les souches testées. Ces résultats suggèrent que certains constituants des extraits peuvent cibler préférentiellement les processus métaboliques associés au biofilm plutôt que la croissance planctonique. Les résultats de notre recherche précédente ont montré que l’extrait acétonique de A. eupatoria inhibait la viabilité du biofilm de E. coli (E16) à la même concentration que l’extrait éthanolique. Toutefois, l’extrait éthanolique avait une activité plus puissante sur P. aeruginosa (PA8) que l’extrait acétonique. L’étude de Muruzović et al. a montré que les extraits aqueux et acétoniques de A. eupatoria préviennent la formation de biofilm de P. aeruginosa et P. mirabilis, l’extrait acétonique montrant une activité supérieure. En outre, tous les extraits testés ont affecté de manière significative la phase initiale de formation du biofilm, réduisant l’adhésion cellulaire chez les souches à Gram positif comme à Gram négatif, les extraits acétonique et à l’acétate d’éthyle présentant l’effet le plus fort. Le biofilm préformé a été progressivement endommagé après exposition aux extraits de A. eupatoria, l’extrait acétonique provoquant les dommages structuraux les plus prononcés chez les bactéries à Gram positif comme à Gram négatif. À notre connaissance, il s’agit de la première étude démontrant que les extraits de A. eupatoria peuvent interférer à la fois avec l’attachement cellulaire initial et les biofilms établis, indiquant une activité à plusieurs étapes du développement du biofilm.
Les résultats de la PCA ont démontré que l’extrait à l’acétate d’éthyle présente une plus grande similarité spectrale avec les standards d’acides phénoliques, ce qui est cohérent avec sa teneur la plus élevée en acides phénoliques (149,65 ± 0,73 mg CAE/g). Les acides phénoliques possèdent des propriétés amphiphiles facilitant la pénétration à travers les membranes bactériennes et la matrice EPS hydratée. Les acides phénoliques peuvent également chélater les ions métalliques essentiels à la stabilité du biofilm, perturber l’intégrité membranaire et générer des espèces réactives de l’oxygène. L’activité accrue de l’extrait à l’acétate d’éthyle reflète probablement cette pénétration supérieure combinée à une activité antimicrobienne directe. La position intermédiaire de l’extrait acétonique dans la PCA, se regroupant avec les glycosides flavonoïdiques comme avec les acides phénoliques, fournit une base chimique à sa plus forte activité antibiofilm. Cette double capacité d’extraction crée des effets synergiques où les flavonoïdes contribuent à l’activité antibactérienne directe tandis que les acides phénoliques renforcent la pénétration. Les glycosides de flavonols comme la rutine peuvent inhiber la formation de biofilm par activité antioxydante, liaison directe aux protéines bactériennes et modulation de l’adhésion. En revanche, l’extrait éthanolique, malgré les teneurs les plus élevées en flavonoïdes et en TPAC, a présenté une activité antibiofilm plus modérée et aucune inhibition de la viabilité métabolique du biofilm. Le regroupement PCA avec les glycosides flavonoïdiques explique cette limitation. Les flavonoïdes glycosylés sont de grandes molécules polaires (> 600 Da) dont la taille et la polarité entravent la pénétration à travers les membranes bactériennes lipophiles et la matrice EPS dense. Cela explique pourquoi l’extrait éthanolique a efficacement inhibé l’adhésion cellulaire initiale, mais a été moins efficace contre les biofilms établis.
L’auto-agrégation bactérienne et l’hydrophobicité cellulaire jouent un rôle important dans la formation du biofilm par des mécanismes physiques et moléculaires complémentaires. Pendant les étapes initiales de la formation du biofilm, parallèlement à la colonisation de surfaces inorganiques ou à l’attachement aux cellules hôtes, de nombreuses bactéries ont la capacité de se lier à elles-mêmes. En outre, les propriétés de surface des cellules bactériennes, y compris l’hydrophobicité de surface cellulaire bactérienne et la charge de surface cellulaire, influencent fortement ce processus d’attachement. Par conséquent, si l’auto-agrégation ou l’hydrophobicité cellulaire diminue à la suite du traitement, la formation de biofilm est également susceptible de diminuer. Cependant, malgré les effets antibiofilm observés, les extraits éthanolique, acétonique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria ont augmenté à la fois l’auto-agrégation et l’hydrophobicité de surface cellulaire chez les souches bactériennes testées. Des effets similaires ont été rapportés pour les extraits acétoniques de Ceratonia siliqua, Salix babylonica, Ziziphus mucronatai, ainsi que pour les extraits méthanoliques de Ehretia rigida, Leucaena leucocephala, Senegalia galpinii et Vachellia sieberiana, qui ont favorisé l’auto-agrégation de E. coli O157:H7. De même, l’auto-agrégation de S. mutans (ATCC 25175 et ATCC 35668), S. salivarius (ATCC 13419) et S. mitis (ATCC 49456) a été significativement augmentée par l’extrait de thé oolong, mais l’hydrophobicité de surface cellulaire a été réduite. Dans l’étude de Hui et Dykes, l’extrait aqueux de Garcinia atroviridis a augmenté l’hydrophobicité de Bacillus cereus ATCC 14579, S. aureus ATCC 25923 et Salmonella enteritidis ATCC 13076. Dans l’ensemble, l’augmentation de l’hydrophobicité cellulaire est souvent liée à des changements dans l’expression des adhésines ou des appendices de surface, bien que les mécanismes précis par lesquels les composés dérivés de plantes induisent ces modifications restent incertains. Il est notable que la corrélation entre hydrophobicité de surface, auto-agrégation et formation de biofilm ne peut pas être généralisée, car elle dépend de l’espèce bactérienne, des conditions environnementales et de la nature de la surface d’interaction.
Pour la colonisation initiale et l’adhésion de surface, en particulier pendant les premières étapes de la formation du biofilm, la motilité de nage permet l’attachement bactérien, tandis que la motilité d’essaimage facilite l’invasion et la dissémination à travers les surfaces. Ainsi, la perturbation de la motilité peut entraver la propagation de l’infection et prévenir la formation de biofilm. Les résultats de notre étude ont montré que l’extrait acétonique de A. eupatoria avait l’effet inhibiteur le plus fort sur la motilité de nage des souches bactériennes testées, suivi par les extraits éthanolique et à l’acétate d’éthyle. Concernant la motilité d’essaimage, seuls les extraits éthanolique et à l’acétate d’éthyle de A. eupatoria ont réduit la motilité des souches bactériennes testées, tandis que l’extrait acétonique n’avait pas d’effet significatif. Ces résultats suggèrent que les extraits de A. eupatoria peuvent affecter la colonisation et la dissémination bactériennes, non seulement par une activité antimicrobienne directe, mais aussi en modulant des traits comportementaux cruciaux pour la formation de biofilm. À notre connaissance, il n’existe pas d’études antérieures sur les effets des extraits de A. eupatoria sur la motilité bactérienne. Cependant, il existe quelques études sur l’effet d’extraits végétaux du genre Agrimonia et de la famille des Rosaceae sur la motilité bactérienne. L’effet d’un extrait éthanolique de A. pilosa sur les motilités de nage, d’essaimage et de twitching de P. aeruginosa PAO1 a été étudié. Les concentrations de l’extrait testé qui réduisaient la motilité de P. aeruginosa PAO1 étaient de 0,28 et 5,6 mg/mL. Le potentiel d’un extrait de polyphénols de thé de Rosa rugosa à inhiber la motilité d’essaimage de E. coli K-12 et P. aeruginosa PAO1 était concentration-dépendant ; à une concentration de 640 μg/mL, l’inhibition de la motilité de E. coli K-12 et P. aeruginosa PAO1 était respectivement de 84,90 % et 78,03 %. Ensemble, ces données soutiennent l’idée que certains extraits végétaux riches en phénoliques peuvent interférer avec les processus liés à la motilité, bien que les mécanismes moléculaires spécifiques sous-jacents à ces effets restent à élucider.
5. Conclusions
Selon l’analyse phytochimique, les extraits de A. eupatoria étaient riches en composés phénoliques, en particulier en acides phénoliques et en flavonoïdes, qui sont connus pour moduler l’adhésion bactérienne et les processus liés au biofilm. En accord avec cela, les extraits de A. eupatoria ont présenté une activité antibiofilm significative contre des souches bactériennes isolées de plaies humaines. L’attachement cellulaire initial et la formation de biofilm ont été significativement inhibés en présence d’extraits de A. eupatoria, mais la réduction du biofilm établi était moins efficace. Les effets observés étaient dépendants de la souche et de la dose, les souches à Gram positif étant plus sensibles que les souches à Gram négatif. Bien que les extraits n’aient pas réduit l’auto-agrégation ni l’hydrophobicité cellulaire, les motilités de nage et d’essaimage ont été inhibées.
Dans l’ensemble, ces résultats indiquent que A. eupatoria peut représenter une source prometteuse de composés riches en phénoliques et en flavonoïdes dotés d’un potentiel antibiofilm. Bien que ces observations soient encourageantes, les effets antibiofilm observés se sont produits à des concentrations d’extrait relativement élevées typiques des préparations végétales brutes, et l’étude était limitée à un ensemble défini d’isolats bactériens. Des études supplémentaires devraient isoler et caractériser les molécules actives, élucider leurs mécanismes d’action et évaluer leurs effets dans des modèles biologiques plus complexes avant d’envisager de potentielles applications biomédicales.
Conflits d’intérêts
Les auteurs déclarent n’avoir aucun conflit d’intérêts.
Contributions des auteurs
Conceptualisation : J.N.T. et O.D.S. Analyse formelle : J.N.T. Investigation : J.N.T. Méthodologie : O.D.S. et A.G.K. Supervision : O.D.S. Validation : J.N.T., M.M.S., O.D.S. et A.G.K. Rédaction — version originale : J.N.T. et A.G.K. Rédaction — revue et édition : M.M.S. et O.D.S.
Financement
Ce travail a été financé par le ministère de la Science, du Développement technique et de l’Innovation de la République de Serbie, 451-03-137/2025-03/200122, et l’action COST CA23152 – Building Consensus on Biofilm Regulatory Decision Making (RegulatoryToolBox).